I. Đặt vấn đề
Tuyến trùng nốt sưng (TTNS) (Meloidogyne spp.) là những loài nội ký sinh cố định, có phổ ký chủ rộng và gây hại trên nhiều loại cây trồng khác nhau (Soledad & Miguel, 2019; Sudeep &cs., 2020). Chúng gây ảnh hưởng tiêu cực đến nhiều cây trồng có giá trị kinh tế quan trọng ở nhiều vùng khí hậu khác nhau (Rusinque & cs., 2022). Đây là một trong những loài tuyến trùng gây thiệt hại kinh tế lớn nhất đối với các cây trồng trong nhà kính và ngoài ruộng, ước tính gây thiệt hại lên tới 100 tỷ USD mỗi năm trên toàn cầu (Oka &cs., 2000). Các thiệt hại này, cả trực tiếp và gián tiếp, dẫn đến sự phát triển kém của cây, tình trạng đổ gãy, giảm năng suất và chất lượng nông sản, từ đó làm tăng chi phí sản xuất và giảm thu nhập (Feyisa &cs., 2022). Nghiên cứu của Mesa-Valle &cs. (2020) cũng cho thấy hơn 4100 loài tuyến trùng ký sinh thực vật gây thiệt hại kinh tế trong nông nghiệp ước tính khoảng 125 tỷ USD mỗi năm, chiếm khoảng 14% tổng sản lượng lương thực toàn cầu. Meloidogyne incognita, M. hapla, M. javanica và M. arenaria là bốn loài thường gặp chiếm tới 95 phần trăm tổng số TTNS (Dong & cs., 2012).
Triệu chứng bệnh tuyến trùng nốt sưng dễ bị nhầm lẫn với các hiện tượng thiếu khoáng chất và vi lượng. Việc phòng trừ bệnh TTNS rất khó khăn. Rất nhiều phương pháp quản lý bệnh như sử dụng giống kháng bệnh, biện pháp hóa học và sinh học đã được thử nghiệm trên toàn cầu. Sử dụng biện pháp hóa học có hiệu quả cao nhưng tốn kém và dẫn đến các tác dụng phụ đối với môi trường (Terefe &cs., 2009). Trong bối cảnh hiện tại, trọng tâm được đặt vào các biện pháp sinh học để phòng chống bệnh TTNS. Các tác nhân sử dụng trong biện pháp phòng trừ sinh học có thể cung cấp các lựa chọn kinh tế và thân thiện với môi trường cho việc quản lý bệnh TTNS.
II. Các biện pháp phòng trừ bênh TTNS
2.1. Thuốc hóa học và dịch chiết thực vật.
Biện pháp hóa học là biện pháp sử dụng các sản phẩm tổng hợp hóa học trong công tác phòng trừ bệnh TTNS. Các loại thuốc trừ tuyến trùng có thành phần hoạt chất là methyl bromide, được cấm sử dụng ở nhiều nơi trên thế giới và Việt Nam do ảnh hưởng của nó đến các sinh vật khác (UNEP, 2006). Như Radwan & cs. (2012) đã đề cập, Cadusafos, một hoạt chất được sử dụng rộng rãi để phòng trừ tuyến trùng. Tuy nhiên hoạt chất này hiện không được phép sử dụng ở Việ Nam. Emamectin benzoate (thuộc nhóm thuốc avermectin thu được từ sự lên men xạ khuẩn Streptomyces avermitilis) đã được sử dụng trong các thử nghiệm trong nhà kính và ngoài đồng đối với cà chua để kiểm tra hiệu quả chống lại M. incognita (Cheng &cs., 2015). Emamectin benzoate cũng được sử dụng như một loại thuốc trừ sâu sinh học. Emamectin benzoate có phổ tác động rộng đối với nhóm côn trùng gây hại nông nghiệp. Việc áp dụng emamectin benzoate vào đất với liều lượng 150 g/ha là hiệu quả nhất trong việc làm giảm số lượng nốt sưng trên rễ do M. incognita trong khi cây trồng vẫn phát triển tốt. Các chất xông hơi khử trùng đất như 1,3-dichloropropene (1,3-D) và Chloropicrin (CP) có thể được sử dụng thay thế cho methyl bromide. 1,3-D (92% EC) và CP (99,5% lỏng) với liều lượng 150 và 250 kg/ha được đánh giá là hiệu quả trong việc kiểm soát quần thể TTNS và giảm chỉ số hình thành các nốt sưng (Qiao &cs., 2015).
Melia azedarach (chinaberry), tiếng Việt gọi là cây Xoan ta có nhiều hoạt tính sinh học phục vụ cho ngành dược phẩm và nông nghiệp (Ntalli &cs., 2011). Dịch chiết thu được từ việc nghiền các quả chín của cây M. azedarach với liều lượng 30 và 60 g/kg cho thấy một số đặc tính giống như của thuốc trừ sâu chứa hoạt chất fenamiphos (0,02 g a.i./kg) về mặt giảm tỷ lệ sinh sản cũng như số lượng cá thể trong quần thể tuyến trùng trong rễ và đất. Chiết xuất nước của M. azedarach giàu axit carboxylic, ancol và aldehyde cho thấy hoạt tính tiêu diệt tuyến trùng đối với M. incognita. M. azedarach phòng trừ bệnh TTNS trên dưa chuột nhưng cũng làm giảm hoạt động của các enzyme chống oxi hóa và khả năng kích hoạt phản ứng phòng vệ của ký chủ một cách gián tiếp (Cavoski et al., 2012).
2.2. Vi khuẩn đối kháng tuyến trùng
Pseudomonas fluorescens, là một loại vi khuẩn gram âm hình que phổ biến sản xuất ra kháng sinh 2,4-diacetylphloroglucinol (DAPG) có khả năng ức chế tuyến trùng ký sinh thực vật. Trong đất tự nhiên, Wood1R (một chủng mang kiểu gen D của DAPG) đã ức chế quần thể tuyến trùng: 38% đến 50% so với đối chứng. (Timper & cs., 2009). P. fluorescens kết hợp sử dụng với nấm Paecilomyces lilacinus và P. guilliermondi có tác dụng gây chết tuyến trùng và cũng cải thiện sự sinh trưởng, phát triển và kích kháng ở cây ký chủ. P. fluorescens dùng riêng hoặc trộn với Trichoderma viridae với tỷ lệ 10g/cây mỗi loại đã làm giảm tác hại của M. incognita khi so sánh với carbofuran ở cây dâu tằm (Muthulakshmi & cs., 2010).
BioNem là một chế phẩm WP (bột thấm nước) hóa học của loài vi khuẩn Bacillus firmus đã được Terefe & cs., (2009) đánh giá trong điều kiện phòng thí nghiệm, nhà kính và ngoài đồng ruộng đối với M. incognita trên cây cà chua. Sự hình thành u sưng giảm 91% trong nhà kính khi xử lý bằng BioNem với tỷ lệ 8 g/chậu chứa cây giống cà chua với 1200 cc đất. Quần thể tuyến trùng giảm 76% và trứng giảm 45%. BioNem WP kiểm soát tuyến trùng hiệu quả và chỉ cần sử dụng một lần là đủ cho một mùa vụ.
2.3. Nấm đối kháng tuyến trùng
Nấm tuyến trùng (có khả năng tiêu diệt tuyến trùng) bao gồm hơn 200 loài nấm đa dạng về mặt phân loại, tất cả đều có chung khả năng tấn công tuyến trùng (tuyến trùng non, trưởng thành, trứng) và sử dụng chúng làm chất dinh dưỡng. Các loại nấm khác nhau cso khả năng hoại sinh/ký sinh khác nhau. Trong khi nhiều loại nấm hình thành bẫy và ký sinh trứng có thể tồn tại hoại sinh trong đất, thì nội ký sinh chủ yếu phụ thuộc nhiều hơn vào tuyến trùng làm chất dinh dưỡng (ký sinh bắt buộc) (Nordbring & cs., 2006). Trichoderma longibrachiatum, một loài nấm đối kháng tuyến trùng đóng vai trò quan trọng trong việc kiểm soát TTNS M. incognita. Zhang & cs. (2015) cho thấy rằng hỗn dịch bào tử của T. longibrachiatum có tác dụng ký sinh và gây chết đối với ấu trùng tuổi 2 (J2) của M. incognita. Hơn 88% J2 sau hai tuần xử lý đã bị ức chế với nồng độ 1,5 x 107 bào tử/ml. Bào tử phân sinh của T. longibrachiatum bám trên bề mặt của J2 nảy mầm với nhiều sợi nấm và xâm nhập vào lớp vỏ. J2 bị biến dạng và bắt đầu hòa tan bởi chất chuyển hóa do nấm tiết ra. Affokpon & cs. (2011) cũng báo cáo rằng T. asperellum T-16 ức chế J2 của TTNS tới 80% và T. brevicompactum T-3 ức chế khả năng sinh trứng tới 86%. Syncephalastrum racemosun và Paecilomyces lilacinus đã được đánh giá trong phòng thí nghiệm về đặc tính tiêu diệt trứng và J2 của M. incognita ở dưa chuột. Sự kết hợp của S. racemosun và P. lilacinus ở nồng độ 50% đã làm giảm 70% tỷ lệ nở trứng và ít quan sát thấy nốt sưng trên rễ. (Huang &cs., 2016).
2.4. Tinh dầu
Tinh dầu là chất chuyển hóa thứ cấp có mùi và hương vị đặc trưng có trong tự nhiên ở nhiều loại thực vật. Người ta tin rằng tinh dầu có nguồn gốc thực vật có đặc tính tiêu diệt tuyến trùng (Barbosa &cs., 2010). Việc sử dụng tinh dầu có thể được coi là giải pháp thay thế cho nhóm thuốc xông hơi tổng hợp vì có độ bay hơi cao và thân thiện với môi trường. Gần đây, tinh dầu Bạc hà, Sả và Bạch đàn đã được chứng minh là có tác dụng đối với J2 của M. incognita (Ntalli &cs., 2010). Laquale &cs. (2015) đã thử nghiệm hiệu quả của việc xông hơi đất bằng tinh dầu có nguồn gốc từ Eucalyptus spp (Bạch dàn) như E. citriodora, và E. globules, Mentha piperita (bạc hà), Pelargonium asperum (phong lữ) đối với cà chua trồng trong nhà kính. Tinh dầu được sử dụng với tỷ lệ 50, 100 và 200 μL/kg đất. Tinh dầu từ E. globules và P. asperum làm giảm sự sinh sản của tuyến trùng và sự hình thành nốt sưng trên rễ ở mọi tỷ lệ áp dụng. Nghiên cứu của Ajith & cs. (2020) trên 3 loại tinh dầu: đinh hương (chiết xuất từ cây Syzygium aromaticum), sả (chiết xuất từ Cymbopogon flexuosus) và sả hoa hồng (chiết xuất từ Cymbopogon martinii) cho thấy tinh dầu sả hoa hồng có hiệu lực cao nhất trong việc tiêu diệt ấu trùng J2 của TTNS nhờ sự có mặt của hợp chất geraniol (81,6%) và geranyl acetate (12,4%).
2.5. Giống kháng bệnh
Sử dụng giống kháng bệnh là một trong những biện pháp thay thế quan trọng để quản lý TTNS. Phương án quản lý này thân thiện với môi trường và dễ sử dụng đối với người trồng trọt. Các giống kháng bệnh có thể được sử dụng kết hợp với các biện pháp quản lý tuyến trùng khác như sử dụng dịch chiết thực vật, biện pháp hóa học, sinh học, canh tác... trong việc quản lý bệnh tuyến trùng tổng hợp.
Brown &cs. (2022) giới thiệu giống lạc (Arachis hypogaea L.) thương mại Tây Ban Nha ‘Georgia-SP/RKN’ (Số đăng ký CV-151, PI 700991) cho năng suất cao, hạt lớn, tỷ lệ axit béo oleic/linoleic cao, khả năng kháng cao với Tomato spotted wilt virus (Họ Tospoviridae, chi Orthotospovirus) và khả năng kháng hoàn toàn với TTNS M. arenaria. Mukhtar & cs. (2014) đã xác định một số giống đậu bắp (Abelmoschus esculentus) như Arka, Anamika, Ikra-1 và Ikra-2 cho thấy khả năng kháng bệnh TTNS ở mức độ vừa phải vì chúng ít bị TTNS phá hoại hơn so với các giống dễ bị nhiễm bệnh khác. Gisbert &cs. (2013) đã thử nghiệm các kiểu gen kháng bệnh ở cây hồ tiêu liên quan đến các gen N và Me. Các gen này có thể không hoạt động nhiều trong điều kiện nhiệt độ cao. Các kiểu gen có gen kháng bệnh RKN có thể được sử dụng trong các kế hoạch lai tạo để phát triển các giống kháng bệnh mới. Việc trồng các giống kháng bệnh này có thể đóng vai trò quan trọng trong việc kiểm soát bệnh TTNS trong nông nghiệp.
III. Kết luận
Bệnh TTNS là một trong những loài gây hại nghiêm trọng gây ra tổn thất kinh tế lớn cho nhiều loại cây trồng nông nghiệp khác nhau. Việc phòng trừ bệnh là rất khó khăn vì đây là tác nhân gây bệnh trong đất và có phổ ký chủ rộng. Xu hướng hiện nay đó là phòng trừ bệnh TTNS theo hướng giảm thiểu việc sử dụng các thuốc hóa học do chúng gây độc hại và ảnh hưởng đến môi trường và sức khỏe con người, áp dụng biện pháp phòng trừ tổng hợp, trong đó chủ yếu áp dụng các biện pháp như sử dụng giống kháng, canh tác, sinh học... an toàn thân thiện với môi trường, môi sinh.
Nguyễn Thị Thanh Hồng
Nhóm NCM Nông nghiệp sinh thái
TÀI LIỆU THAM KHẢO
Affokpon A., Coyne D. L., Htay C. C., Agbèdè R. D., Lawouin L., Coosemans J. (2011). Biocontrol potential of native Trichoderma isolates against root-knot nematodes in West African vegetable production systems. Soil Biology and Biochemistry, 43(3), 600-608. DOI: https://doi.org/10.1016/j.soilbio.2010.11.029
Barbosa P., Lima A. S., Vieira P., Dias L. S., Tinoco M. T., Barroso J. G., L.G. pedro, A.C. Figueiredo, Mota M. (2010). Nematicidal activity of essential oils and volatiles derived from Portuguese aromatic flora against the pinewood nematode, Bursaphelenchus xylophilus. Journal of Nematology, 42(1), 8.
Cavoski I., Chami Z. A., Bouzebboudja F., Sasanelli N., Simeone V., Mondelli D., Miano T. Sarais, G. Ntalli N.G., Caboni P. I. E. R. L. U. I. G. I. (2012). Melia azedarach controls Meloidogyne incognita and triggers plant defense mechanisms on cucumber. Crop Protection, 35, 85-90. DOI: https://doi.org/10.1016/j.cropro.2012.01.011
Cheng X., Liu X., Wang H., Ji X., Wang K., Wei M., Qiao K. (2015). Effect of emamectin benzoate on root-knot nematodes and tomato yield. PLoS One, 10(10). DOI: e0141235.doi:10.1371/journal.pone. 0141235.
Huang W. K., Cui J. K., Liu S. M., Kong L. A., Wu Q. S., Peng H., He W.T., Sun J.H. Peng D. L. (2016). Testing various biocontrol agents against the root-knot nematode (Meloidogyne incognita) in cucumber plants identifies a combination of Syncephalastrum racemosum and Paecilomyces lilacinus as being most effective. Biological control, 92, 31-37. https://doi.org/10.1016/j.biocontrol.2015.09.0 08
Mesa-Valle C. M., Garrido-Cardenas J. A. , Cebrian-Carmona J., Talavera M. and Manzano-Agugliaro F. (2020). Global Research on Plant Nematodes. Agronomy. 10(8)
Mukhtar T., Hussain M. A., Kayani M. Z., & Aslam M. N. (2014). Evaluation of resistance to root-knot nematode (Meloidogyne incognita) in okra cultivars. Crop Protection, 56, 25-30. DOI: https://doi.org/10.1016/j.cropro.2013.10.019
Muthulakshmi M., Devarajan K., Jonathan E.I. (2010). Biocontrols of root-knot nematode, Meloidogyne incognita (Kofoid and white) chitwood in mulberry (Morus alba L.). J. Biopest., 3(2), 479-482
Ntalli N. G., Manconi F., Leonti M., Maxia A., Caboni P. (2011). Aliphatic ketones from Ruta chalepensis (Rutaceae) induce paralysis on root knot nematodes. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 59(13), 7098-7103.
Ntalli N.G., F. Cottiglia C.A. Bueno, L.E. Alche, M. leonti, S. Vargiu E. Bifulco, Spiroudi V.M., Caboni P. (2010). Cytotoxic tirucallane from Melia azedarach fruits. Moelcules. 15:5866-5877.
Oka Y. , Koltai H. , Bar-Eyal M., Mor M., Sharon E., Chet I., Spiegel Y. (2000). New strategies for the control of plant-parasitic nematodes. Pest management science. 56 (11): 983-988.
Qiao K., Wang Z., Wei M., Wang H., Wang Y., Wang K. (2015). Evaluation of chemical alternatives to methyl bromide in tomato crops in China. Crop Protection, 67, 223-227. DOI: https://doi.org/10.1016/j.cropro.2014.10.017
Soledad V.L., Miguel T. (2019). Root-knot nematodes on zucchini (Cucurbita pepo subsp. pepo): Pathogenicity and management. Crop Protection 2019. 126.
Sudeep S. , Bihani T., Jiban S. (2020). Root-knot nematode (Meloidogyne incognita) and its management: a review. Journal of Agriculture and Natural Resources 2020. 3(2): 21-31.
Timper P., Kone D., Yin J., Ji P., Gardener, B. B. M. (2009). Evaluation of an antibioticproducing strain of Pseudomonas fluorescens for suppression of plant-parasitic nematodes. Journal of nematology, 41(3), 234.
Zhang S., Gan Y., Xu B. (2015). Biocontrol potential of a native species of Trichoderma longibrachiatum against Meloidogyne incognita. Applied Soil Ecology, 94, 21-29. DOI: https://doi.org/10.1016/j.apsoil.2015.04.010
Brown N., William B. D., Brenneman T. B. (2022) Registration of ‘Georgia-SP/RKN’ peanut. Journal of Plant Registrations. 2023;17:47–55.
Ajith M., Pankaj S., Najam A. S., Prashant K., Virendra S. R. (2020). Chemical composition and nematicidal activity of essential oils and their major compounds against Meloidogyne graminicola (Rice Root-Knot Nematode). Journal of Essential Oil Research, 32, 526-535
Rusinque L., Nóbrega F., Cordeiro L., Lima A., Andrade S., Inácio M. L., 2022. Root-Knot Nematode species associated with horticultural crops in the island of Azores, Portugal. Horticulturae 2022, 8, 101.
Feyisa, B., Lencho, A., Selvaraj, T. & Getaneh, G. (2016). Evaluation of some botanicals and Trichoderma harzianum against root-knot nematode (Meloidogyne incognita (Kofoid and White) Chit wood) in tomato. J. Entomol. Nematol. 8, 11–18. https://doi.org/10. 5897/JEN2015.0145
Dong L., Huang C., Huang L., Li X., & Zuo Y. (2012). Screening plants resistant against Meloidogyne incognita and integrated management of plant resources for nematode control. Crop Protection, 33, 34-39. DOI:https://doi.org/10.1016/j.cropro. 2011.11.012
Terefe M., Tefera T., & Sakhuja P. K. (2009). Effect of a formulation of Bacillus firmus on root-knot nematode Meloidogyne incognita infestation and the growth of tomato plants in the greenhouse and nursery. Journal of invertebrate pathology, 100(2), 94-99. DOI: https://doi.org/10.1016/j.jip.2008.11.004
UNEP. (2006). Montreal protocol on substances that deplete the ozone layer. Report of the methyl bromide technical options committee. United Nations Environment Programme. Gigiri, Nairobi, Kenya.
Radwan M. A., Farrag S. A. A., Abu-Elamayem M. M., & Ahmed N. S. (2012). Efficacy of some granular nematicides against root-knot nematode, Meloidogyne incognita associated with tomato. Pak. J. Nematol, 30(1), 41-47.
Nordbring H. B., Jansson H. B., Tunlid A. 2006. Nematophagous Fungi. Encyclopedia of life sciences. doi: 10.1038/npg.els.0004293.
Laquale S., Candido V., Avato P., Argentieri M. P., d'Addabbo T. (2015). Essential oils as soil biofumigants for the control of the root‐knot nematode Meloidogyne incognita on tomato. Annals of Applied Biology, 167(2), 217-224. DOI: https://doi.org/10.1111/aab.12221
Gisbert C., Trujillo‐Moya C., Sánchez‐Torres P., Sifres A., Sánchez‐Castro E., Nuez F. (2013). Resistance of pepper germplasm to
Meloidogyne incognita. Annals of applied biology, 162(1), 110-118. DOI: https://doi.org/10.1111/aab.12006